Immunoanaliticheskie i biosensornye tekhnologii dlia obespecheniia biobezopasnosti

References

1. 1. Александрова Н.М. Дифференциальная диагностика туберкулеза у человека и животных с применением мультиплексной тест-системы / Н.М. Александрова, Н.И. Хаммадов, Э.А. Шуралев, И.А. Елизарова // Молекулярная диагностика 2017: Сборник трудов IХ Всерос. науч.-практ. конф. с междунар. участием. – М., 2017. – С. 493.
2. 2. Иванов А.В. Разработка и испытание тест-системы для диагностики хламидиоза крупного рогатого скота методом ИФА / А.В. Иванов, В.В. Евстифеев, Ф.М. Хусаинов [и др.] // Ветеринарный врач. – 2011. – №2. – С. 10–13.
3. 3. Калиниченко А.А. Получение антител против афлатоксинов различных типов и их свойства / А.А. Калиниченко, В.А. Топорова, А.А. Панина [и др.] // Биоорган. хим. – 2010. – Т. 36. – №1. – С. 122–132.
4. 4. Кокщарова О.А. Применение методов молекулярной генетики и микробиологии в экологии и биотехнологии цианобактерий // Микробиология. – 2010. – Т. 79. – №6. – С. 734–747.
5. 5. Нестерова И.Г. Внутрилабораторный контроль качества неколичественных методов ИФА-определения серологических маркеров различных инфекций / И.Г. Нестерова, М.Р. Бобкова// Клин. лаб. диагн. – 2011. – №2. – С. 35–37.
6. 6. Панин А.Н. Об актуальности использования универсальных понятий и терминов в нормативной базе безопасности пищевых продуктов / А.Н. Панин, В.А. Мельников // Жизнь без опасностей. Здоровье. Профилактика. Долголетие. – 2009. – №3. – C. 20–25.
7. 7. Порфирьева А.В. Биосенсоры на основе полиэлектролитных комплексов ДНК и электрополимеризованных материалов / А.В. Порфирьева, В.Б. Костылева, А.И. Замалиева [и др.] // Уч. записки Казанского ун-та. Серия: Естественные науки. – 2010. – Т. 152. – №3. – С. 123–133.
8. 8. Рак. Информационный бюллетень №297 // Центр СМИ ВОЗ. – 2012 [Электронный ресурс]. – Режим доступа: http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs297/ru/index.html, свободный (дата обращения: 11.03.2018).
9. 9. Сахабиев И.А. Мониторинг микромицетов выщелоченного чернозема агроценозов Черемшанского района Республики Татарстан / И.А. Сахабиев, С.С. Рябичко, В.В. Иванова [и др.] // Уч. записки Казанского ун-та. Серия: Естественные науки. – 2011. – Т. 153. – №2. – С. 250–261.
10. 10. Сеидбеков О.С. Разрешающая способность определения ИФА методом IgE-антител в слюне у больных пародонтитом / О.С. Сеидбеков, А.Ш. Фатуллаев, Л.М. Ахмедова, Р.В. Садыгов // Клин. лаб. диагн. – 2010. – №10. – С. 3–3а.
11. 11. Терехов И.В. Молекулярные механизмы иммунореабилитации при использовании низкоинтенсивного СВЧ-излучения / И.В. Терехов, В.И. Петросян, Б.Л. Дягилев [и др.] // Бюлл. мед. интернет-конф. – 2011. – Т. 1. – №5. – С. 34–37.
12. 12. Шаланда А.В. Биологические угрозы антропогенного происхождения // Коммерческая биотехнология. – 2009 [Электронный ресурс]. – Режим доступа: http://www.cbio.ru/modules/news/article.php?storyid=3404 (дата обращения: 11.03.2018).
13. 13. Шуралев Э.А. Влияние антикоагулянтов и активаторов свертывания крови на результаты серологических реакций / Э.А. Шуралев, Н.М. Александрова, М.Н. Мукминов [и др.] // Ветеринария. – 2018. – №2. – С. 54–57.
14. 14. Шуралев Э.А. Микобактериальные антигены: синтетические пептиды и рекомбинантные белки // Ученые записки Казанской государственной академии ветеринарной медицины им. Н.Э. Баумана. – 2013. – Т. 216. – С. 403–407.
15. 15. Шуралев Э.А. Мультиплексный ИФА с хемилюминесцентной меткой для диагностики туберкулеза у кабанов / Э.А. Шуралев, М.Н. Мукминов, А.Р. Валеева [и др.] // Ветеринария. – 2013. – №2. – С. 25–28.
16. 16. Шуралев Э.А. Выявление специфических антител у вапити при туберкулезе / Э.А. Шуралев, М.Н. Мукминов, К. Велан, Д. Кларк // Ветеринария. – 2013. – №8. – С. 54–57.
17. 17. Шуралев Э.А. Мультиплексная иммуноферментная хемилюминесцентная тест-платформа для индикации биопатогенов в организмах // Народное хозяйство. Вопросы инновационного развития. – 2012. – №1. – С. 258–261.
18. 18. Шуралев Э.А. К вопросу серологической диагностики туберкулеза крупного рогатого скота / Э.А. Шуралев, Э.В. Ндайишимийе, М.Н. Мукминов // Ученые записки Казанской государственной академии ветеринарной медицины им. Н.Э. Баумана. – 2012. – Т. 211. – С. 202–206.
19. 19. Шуралев Э.А. Образование антител у северного оленя, инфицированного Mycobacterium bovis // Ветеринария. – 2016. – №9. – С. 18–20.
20. 20. Шуралев Э.А. Оценка иммунохроматографического теста на основе мультиантигенов Mycobacterium bovis // Ученые записки Казанской государственной академии ветеринарной медицины им. Н.Э. Баумана. – 2017. – Т. 230. – №2. – С. 190–193.
21. 21. Шуралев Э.А. Предварительные результаты изучения антителогенеза у барсуков при экспериментальном туберкулезе // Ученые записки Казанской государственной академии ветеринарной медицины им. Н.Э. Баумана. – 2015. – Т. 221. – №1. – С. 261–266.
22. 22. Шуралев Э.А. Серологическая диагностика туберкулеза коз и ее преимущества // Современные тенденции научного обеспечения в развитии АПК: фундаментальные и прикладные исследования: Мат. науч.-практ. (очно-заочной) конф. с междунар. участием. – Омск, 2016. – С. 311–316.
23. 23. Шуралев Э.А. Сравнительный анализ тест-систем для диагностики туберкулеза у альпак // Ветеринарный врач. – 2012. – №5. – С. 30–33.
24. 24. Al-Khaldi S.F., Mossoba M.M., Allard M.M. et al. Bacterial identification and subtyping using DNA microarray and DNA sequencing // Methods Mol Biol. – 2012. – V. 881. – P. 73–95.
25. 25. Al-Tebrineh J., Mihali T.K., Pomati F., Neilan B.A. Detection of saxitoxin-producing cyanobacteria and Anabaena circinalis in environmental water blooms by quantitative PCR // Appl. Environ. Microbiol. – 2010. – V. 76. – №23. – Р. 7836–7842.
26. 26. Alamyar E., Giudicelli V., Li S. et al. IMGT/HighV-QUEST: the IMGT® web portal for immunoglobulin (IG) or antibody and T cell receptor (TR) analysis from NGS high throughput and deep sequencing // Immunome Res. – 2012. – V. 8. – №1. – P 26.
27. 27. Alegria-Schaffer A., Lodge A., Vattem K. Performing and optimizing Western blots with an emphasis on chemiluminescent detection // Methods Enzymol. – 2009. – №463. – P. 573–599.
28. 28. Antigen Microarrays INTO Microwell Plates / European Biotech Network. – 2018 [Electronic resource]. – Access mode: www.euro-bio-net.net (retrieved: 11.03.2018).
29. 29. Ardizzoni A., Manca L., Capodanno F. et al. Detection of follicular fluid and serum antibodies by protein microarrays in women undergoing in vitro fertilization treatment // Reprod Immunol. – 2011. – V. 89. – №1. – P. 62–69.
30. 30. Balada-Llasat J.M., LaRue H., Kamboj K. et al. Detection of yeasts in blood cultures by the Luminex xTAG fungal assay // Clin Microbiol. – 2012. – V. 50. – №2. – P. 492–494.
31. 31. Balasubramanian S., Sorokulova I.B., Vodyanoy V.J., Simonian A.L. Lytic phage as a specific and selective probe for detection of Staphylococcus aureus--A surface plasmon resonance spectroscopic study // Biosens Bioelectron. – 2007. – V. 22. – №6. – P. 948–955.
32. 32. Barber N., Gez S., Belov L. et al. Profiling CD antigens on leukaemias with an antibody microarray // FEBS Lett. – 2009. – V. 583. – №11. – P. 1785–1791.
33. 33. Baserisalehi M., Bahador N., Kapadnis B.P. A novel method for isolation of Campylobacter spp. from environmental samples, involving sample processing, and blood- and antibiotic-free medium // Appl. Microbiol – 2004. – V. 97. – №4. – P. 853–860.
34. 34. Bernhard O.K., Mathias R.A., Barnes T.W., Simpson R.J. A fluorescent microsphere-based method for assay of multiple analytes in plasma // Methods Mol Biol. – 2011. – №728. – P. 195–206.
35. 35. Boucher H.W. Challenges in anti-infective development in the Era of bad bugs, no drugs: a regulatory perspective using the example of bloodstream infection as an indication // Clin Infect Dis. – 2010. – V. 50. – Suppl. 1. – P. 4–9.
36. 36. Černoch I., Fránek M., Diblíková I. et al. POCIS sampling in combination with ELISA: screening of sulfonamide residues in surface and waste waters // Environ Monit. – 2012. – V. 14. – №1. – Р. 250–257.
37. 37. Chung B., Shin G.W., Hwang H.S. et al. Precise H1N1 swine influenza detection using stuffer-free multiplex ligation-dependent probe amplification in conformation-sensitive capillary electrophoresis // Anal Biochem. – 2012. – V. 424. – №1. – P. 54–56.
38. 38. Dehara Y., Hashiguchi Y., Matsubara K. et al. Characterization of squamate olfactory receptor genes and their transcripts by the high-throughput sequencing approach // Genome Biol Evol. – 2012 – V. 4. – №4. – P. 602–616.
39. 39. Ediage E.N., Di Mavungu J.D., Goryacheva I.Y. et al. Multiplex flow-through immunoassay formats for screening of mycotoxins in a variety of food matrices // Anal Bioanal Chem. – 2012. – V. 403. – №1. – Р. 265–278.
40. 40. Edwards A.D., Reis N.M., Slater N.K., Mackley M.R. A simple device for multiplex ELISA made from melt-extruded plastic microcapillary film // Lab Chip. – 2011. – V. 11. – №24. – P. 4267–4273.
41. 41. Fortin N., Aranda-Rodriguez R., Jing H. et al. Detection of microcystin-producing cyanobacteria in Missisquoi Bay, Quebec, Canada, using quantitative PCR // Appl Environ Microbiol. – 2010. – V. 76. – №15. – Р. 5105–5112.
42. 42. Fu Y., Pan Y., Pan M. et al. Development of a high-throughput DNA microarray for drug-resistant gene detection and its preliminary application // Microbiol Methods. – 2012. – V. 89. – №2. – P. 110–118.
43. 43. Gong H., Cradduck M., Cheung L., Michael Olive D. Development of a near-infrared fluorescence ELISA method using tyramide signal amplification // Anal Biochem. – 2012. – V. 426. – №1. – P. 27–29.
44. 44. Gruber K., Horlacher T., Castelli R. et al. Cantilever array sensors detect specific carbohydrate-protein interactions with picomolar sensitivity // ACS Nano. – 2011. – V. 5. – №5. – P. 3670–3678.
45. 45. Hadley W., Hunter H.L., Tolou-Shams M. et al. Monitoring challenges: a closer look at parental monitoring, maternal psychopathology, and adolescent sexual risk // Fam Psychol. – 2011. – V. 25. – №2. – P. 319–323.
46. 46. Ho A., Murphy M., Wilson S. et al. Sequencing by ligation variation with endonuclease V digestion and deoxyinosine-containing query oligonucleotides // BMC Genomics. – 2011. – №12. – P. 598.
47. 47. Hoffman L.R., Kulasekara H.D., Emerson J. et al. Pseudomonas aeruginosa lasR mutants are associated with cystic fibrosis lung disease progression // Cyst Fibros. – 2009. – V. 8. – №1. – P. 66–70.
48. 48. Hunt H.K., Armani A.M. Label-free biological and chemical sensors // Nanoscale. – 2010. – V. 2. – №9. – P. 1544–1559.
49. 49. Imirzalioglu C., Hain T., Chakraborty T., Domann E. Hidden pathogens uncovered: metagenomic analysis of urinary tract infections // Andrologia. – 2008. – V. 40. – №2. – P. 66–71.
50. 50. Instant-View Methadone Urine Drug Test / Alfa Scientific Designs. – 2018. – [Electronic resource]. – Access mode: www.alfascientific.com (retrieved: 11.03.2018).
51. 51. Islam M.O., Lim Y.T., Chan C.E. et al. Generation and characterization of a novel recombinant antibody against 15-ketocholestane isolated by phage-display // Int J Mol Sci. – 2012. – V. 13. – №4. – P. 4937–4948.
52. 52. Jiao Y., Zeng X., Guo X. et al. Preparation and evaluation of recombinant severe fever with thrombocytopenia syndrome virus nucleocapsid protein for detection of total antibodies in human and animal sera by double-antigen sandwich enzyme-linked immunosorbent assay // Clin Microbiol. – 2012. – V. 50. – №2. – P. 372–377.
53. 53. Karlsson C., Karlsson M.G. Effects of long-term storage on the detection of proteins, DNA, and mRNA in tissue microarray slides // Histochem Cytochem. – 2011. – V. 59. – №12. – P. 1113–1121.
54. 54. Kissinger P.T. Biosensors – a perspective // Biosens Bioelectron. – 2005. – V. 20. – №12. – P. 2512–2516.
55. 55. Köppel R., Eugster A., Ruf J., Rentsch J. Quantification of meat proportions by measuring DNA contents in raw and boiled sausages using matrix-adapted calibrators and multiplex real-time PCR // AOAC Int. – 2012. – V. 95. – №2. – P. 494–499.
56. 56. Kulasekara B.R., Jacobs M., Zhou Y. et al. Analysis of the genome of the Escherichia coli O157:H7 2006 spinach-associated outbreak isolate indicates candidate genes that may enhance virulence // Infect Immun. – 2009. – V. 77. – №9. – P. 3713–3721.
57. 57. Laxman B., Morris D.S., Yu J. et al. A first-generation multiplex biomarker analysis of urine for the early detection of prostate cancer // Cancer Res. – 2008. – V. 68. – №3. – P. 645–649.
58. 58. Lee T.M.-H. Over-the-counter biosensors: past, present, and future // Sensors. – 2008. – V. 8. – №9. – P. 5535–5559.
59. 59. Liao J.C., Mastali M., Li Y. et al. Development of an advanced electrochemical DNA biosensor for bacterial pathogen detection // Mol Diagn. – 2007. – V. 9. – №2. – P. 158–168.
60. 60. Liu H., Yi Q., Liao Y. et al. Characterizing the role of mechanical signals in gene regulatory networks using Long SAGE // Gene. – 2012. – V. 501. – №2. – P. 153–163.
61. 61. Llando J., Palfreyman J.J., Ionescu A., Barnes C.H. Magnetic biosensor technologies for medical applications: a review // Med Biol Eng Comput. – 2010. – V. 48. – №10. – P. 977–998.
62. 62. Luo Y., Terkawi M.A., Jia H. et al. A double antibody sandwich enzyme-linked immunosorbent assay for detection of secreted antigen 1 of Babesia microti using hamster model // Exp Parasitol. – 2012. – V. 130. – №2. – P. 178–182.
63. 63. Mach K.E., Du C.B., Phull H. et al. Multiplex pathogen identification for polymicrobial urinary tract infections using biosensor technology: a prospective clinical study // J Urol. – 2009. – V. 182. – №6. – P. 2735–2741.
64. 64. Mach K.E., Wong P.K., Liao J.C. Biosensor diagnosis of urinary tract infections: a path to better treatment? // Trends in Pharmacological Sciences. – 2011. – V. 32. – №6. – P. 330–336.
65. 65. Matsumura H., Urasaki N., Yoshida K. et al. SuperSAGE: powerful serial analysis of gene expression // Methods Mol Biol. – 2012. – V. 883. – P. 1–17.
66. 66. Membrane-based Multiplex Kits / R&D Systems. – 2018 [Electronic resource]. – Access mode: www.rndsystems.com (retrieved: 11.03.2018).
67. 67. Microplate-based Multiplex Kits / R&D Systems [Электронный ресурс]. – 2018. – URL: www.rndsystems.com (дата обращения: 11.03.2018).
68. 68. Mistry J.H., Hauchman F.S., Rodgers M.R., Ashbolt N. The Virtual Environmental Microbiology Center – a social network for enhanced communication between water researchers and policy makers – 2009 [Electronic resource]. – Access mode: http://www.epa.gov (retrieved: 11.03.2018).
69. 69. Mohamed A.M., Abdel-Rady A., Ahmed L.S., El-Hosary A. Evaluation of indirect TaSP enzyme-linked immunosorbent assay for diagnosis of tropical theileriosis in cattle (Bos indicus) and water buffaloes (Bubalus bubalis) in Egypt // Vet Parasitol. – 2012. – V. 186. – №3–4. – P. 486–489.
70. 70. Moreno I.M., Herrador M.Á., Atencio L. et al. Differentiation between microcystin contaminated and uncontaminated fish by determination of unconjugated MCs using an ELISA anti-Adda test based on receiver-operating characteristic curves threshold values: application to Tinca tinca from natural ponds // Environ Toxicol. – 2011. – V. 26. – №1. – Р. 45–56.
71. 71. Multiplex bead array / Dept. of flow and image cytometry. – 2018 [Electronic resource]. – Access mode: www.rpciflow.org (retrieved: 11.03.2018).
72. 72. Newman J.D., Setford S.J. Enzymatic biosensors // Mol Biotechnol. – 2006. – V. 32. – №3. – P. 249–268.
73. 73. Pickering J.W., Hill H.R. Measurement of antibodies to pneumococcal polysaccharides with Luminex xMAP microsphere-based liquid arrays // Methods Mol Biol. – 2012. – №808. – P. 361–375.
74. 74. Pyo D., Hahn J.H. Determination of trace amount of cyanobacterial toxin in water by microchip based enzyme-linked immunosorbent assay // Immunoassay Immunochem. – 2009. – V. 30. – №1. – Р. 97–105.
75. 75. Qiu X., Guo S., Wu H. et al. Identification of Wnt pathway, uPA, PAI-1, MT1-MMP, S100A4 and CXCR4 associated with enhanced metastasis of human large cell lung cancer by DNA microarray // Minerva Med. – 2012. – V. 103. – №3. – Р. 151–164.
76. 76. Rapp B.E., Gruhl F.J., Länge K. Biosensors with label-free detection designed for diagnostic applications // Anal Bioanal Chem. – 2010. – V. 398. – №6. – P. 2403–2412.
77. 77. Ricci F., Adornetto G., Moscone D. et al. Quantitative, reagentless, single-step electrochemical detection of anti-DNA antibodies directly in blood serum // Chem Commun (Camb). – 2010. – V. 46. – №10. – P. 1742–1744.
78. 78. Rider T.H., Petrovick M.S., Nargi F.E. et al. A B cell-based sensor for rapid identification of pathogens // Science. – 2003. – V. 301. – №5630. – P. 213–215.
79. 79. Ronkainen N.J., Halsall H.B., Heineman W.R. Electrochemical biosensors // Chem Soc Rev. – 2010. – V. 39. – №5. – P. 1747–1763.
80. 80. Selvarajah S., Chatterji U., Kuhn R. et al. Development and evaluation of an enzyme-linked immunosorbent assay for dengue capsid // Open Virol J. – 2012. – №6. – P. 29–37.
81. 81. Shuralev E., Quinn P., Doyle M. et al. Application of the Enfer chemiluminescent multiplex ELISA system for the detection of Mycobacterium bovis infection in goats // Vet Microb. – 2012. – V. 154. – №3–4. – Р. 292–297.
82. 82. Smits G.P., van Gageldonk P.G., Schouls L.M. et al. Development of a bead-based multiplex immunoassay for simultaneous quantitative detection of IgG serum antibodies against measles, mumps, rubella, and varicella-zoster virus // Clin Vaccine Immunol. – 2012. – V. 19. – №3. – Р. 396–400.
83. 83. Taniuchi M., Walters C.C., Gratz J. et al. Development of a multiplex polymerase chain reaction assay for diarrheagenic Escherichia coli and Shigella spp. and its evaluation on colonies, culture broths, and stool // Diagn Microbiol Infect Dis. – 2012. – V. 73. – №2. – P. 121–128.
84. 84. Tian J., Zhou L., Zhao Y. et al. Multiplexed detection of tumor markers with multicolor quantum dots based on fluorescence polarization immunoassay // Talanta. – 2012. – V. 92. – P. 72–77.
85. 85. Trøstrup H., Lundquist R., Christensen L.H. et al. S100A8/A9 deficiency in nonhealing venous leg ulcers uncovered by multiplexed antibody microarray profiling // Br J Dermatol. – 2011. – V. 165. – №2. – P. 292–301.
86. 86. Tsutsui M., Taniguchi M., Kawai T. Single-molecule identification via electric current noise // Nat Commun. – 2010. – V. 1. – P. 138.
87. 87. Turner M. Microbe outbreak panics Europe // Nature. – 2011. – V. 474. – №7350. – P. 137.
88. 88. Valério E., Chambel L., Paulino S. et al. Multiplex PCR for detection of microcystins-producing cyanobacteria from freshwater samples // Environ Toxicol. – 2010. – V. 25. – №3. – Р. 251–260.
89. 89. Velasco-Garcia M.N., Mottram T. Biosensor Technology addressing Agricultural Problems // Biosystems Engineering. – 2003. – V. 84. – №1. – P. 1–12.
90. 90. Wang J. Electrochemical biosensors: towards point-of-care cancer diagnostics // Biosens Bioelectron. – 2006. – V. 21. – №10. – P. 1887–1892.
91. 91. Warita K., Mitsuhashi T., Tabuchi Y. et al. Microarray and gene ontology analyses reveal downregulation of DNA repair and apoptotic pathways in diethylstilbestrol-exposed testicular Leydig cells // Toxicol Sci. – 2012. – V. 37. – №2. – P. 287–295.
92. 92. Washington Environmental Biomonitoring Survey – 2014 [Electronic resource]. – Access mode: https://www.doh.wa.gov/Portals/1/Documents/1500/WEBSFactSheet.pdf (retrieved: 11.03.2018).
93. 93. Wasniewski M, Cliquet F. Evaluation of ELISA for detection of rabies antibodies in domestic carnivores // J Virol Methods. – 2012. – V.179, №1. – P. 166–175.
94. 94. Wei D., Oyarzabal O.A., Huang T.S. et al. Development of a surface plasmon resonance biosensor for the identification of Campylobacter jejuni // Microbiol Methods. – 2007. – V. 69. – №1. – P. 78–85.
95. 95. Whelan C., Shuralev E., Kwok H.F. et al. Use of a multiplex enzyme-linked immunosorbent assay to detect a subpopulation of Mycobacterium bovis-infected animals deemed negative or inconclusive by the single intradermal comparative tuberculin skin test // J Vet Diagn Invest. – 2011. – V. 23. – №3. – P. 499–503.
96. 96. Whelan C., Shuralev E., O’Keeffe G. et al. Multiplex immunoassay for serological diagnosis of Mycobacterium bovis infection in cattle // Clin Vaccine Immunol. – 2008. – V. 15. – №12. – P. 1834–1838.
97. 97. Yamazaki T., Muramoto M., Okitsu O. et al. Discovery of a novel neuroprotective compound, AS1219164, by high-throughput chemical screening of a newly identified apoptotic gene marker // Eur J Pharmacol. – 2011. – V. 669. – №1–3. – P. 7–14.
98. 98. Yanagisawa N., Mecham J.O., Corcoran R.C., Dutta D. Multiplex ELISA in a single microfluidic channel // Anal Bioanal Chem. – 2011. – V. 401. – №4. – P. 1173–1181.
99. 99. Yang J.Y., He X. A multistep protein lysate array quantification method and its statistical properties // Biometrics. – 2011. – V. 67. – №4. – P. 1197–1205.
100. 100. Yu D., Wu S., Wang B. et al. Rapid detection of common viruses using multi-analyte suspension arrays // Virol Methods. – 2011. – V. 177. – №1. – P. 64–70.
101. 101. Yu L., Yu P.S., Yee Yen Mui E. et al. Phage display screening against a set of targets to establish peptide-based sugar mimetics and molecular docking to predict binding site // Bioorg Med Chem. – 2009. – V. 17. – №13. – P. 4825–4832.
102. 102. Zhu C., Liu J., Ling Y. et al. Evaluation of the clinical value of ELISA based on MPT64 antibody aptamer for serological diagnosis of pulmonary tuberculosis // BMC Infect Dis. – 2012. – V. 12. – №1. – Article: 96.